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       【摘要】 
       目的研究金银花水提液在体外对α-淀粉酶、α-葡萄糖苷酶活性的影响。方法用超声波处理和直接水煮制备金银花水提液，采用碘-淀粉比色法和PNPG法分别测定金银花水提液对α-淀粉酶、α-葡萄糖苷酶活性的影响。结果两种金银花水提液对α-淀粉酶的活性具有抑制作用，且抑制效果随提取液浓度的增加而增大;对α-葡萄糖苷酶的活性也有抑制，超声波处理的金银花水提液的作用能力较强。结论金银花提取液在体外对α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶的活性均有一定的抑制作用，因而金银花可能具有降血糖功能。
       【关键词】  金银花; 水提液; 酶活性; 血糖
       Effects of Water Extract from Honeysuckle on Glycometabolism in vitro
       CHEN Xiaolin
       (Department of Life Science and Chemistry,Chongqing Education College, Chongqing 400067， China)
       Abstract：ObjectiveTo study the effects of ultrasonic treatment and water boiled honeysuckle extraction on activities of amylase and α-glucosidase in vitro. MethodsHoneysuckle extracts were prepared by ultrasonic treatment and direct water boiling respectively, then the effects of honeysuckle extracts on activities of amylase and α-glucosidase were determined separately by iodine-starch colorimetric technique and PNPG method. ResultsThe results showed that both extracts inhititory effects on activities of amylase and α-glucosidase in a concentration dependent manner. While on α-glucosidase, ultrasonic processed honeysuckle extract showed stronger inhibitory effect. ConclusionHoneysuckle extracts have some inhibitory effects in vitro on the activities of amylase and α-glucosidase, indicating the honeysuckle may have function of reducing blood glucose.
       Key words：Honeysuckle; Extraction; Enzyme activity; Blood glucose
       α-葡萄糖苷酶是小肠内麦芽糖、蔗糖等寡糖水解的酶[1]。人体对淀粉、糊精、蔗糖等碳水化合物的吸收利用依赖于小肠刷状缘上α-葡萄糖苷酶的活性[2]。目前已知该酶的抑制剂有防治糖尿病、肥胖症等作用[3]。α-淀粉酶可作用于淀粉内部将糖苷键裂开，使淀粉水解为糊精、还原糖等成分[4]。因此α-葡萄糖苷酶、淀粉酶活性抑制作用的研究，对糖尿病、肥胖症的治疗和预防有积极意义。
       金银花是我国传统的药食两用植物，主要含有绿原酸、类黄酮等生理活性成分。中医认为金银花具有抗菌、抗氧化、增强免疫、保护肝功能等诸多功效,目前对金银花已有较广泛和深入的研究[5]。但其是否具有降血糖的作用，目前还未见研究报道。本文以传统的水煮和现代化的超声波处理金银花所得水提液作为研究对象，通过在体外考察它们对α-淀粉酶、α-葡萄糖苷酶活性的影响，确定金银花水提液是否可能具有降血糖作用，对金银花的进一步开发利用具有重要价值。
       1 材料与仪器
       1.1 药材供试材料金银花购于重庆普通超市。
       1.2 试剂α-淀粉酶，北京奥博星生物技术公司;α-葡萄糖苷酶，Sigma公司;PNPG(4-硝基酚-α-D吡啶葡萄糖苷)，Sigma公司;还原型谷胱苷肽，中国医药集团上海化学试剂公司。其余试剂均为分析纯。
       1.3 仪器KQ5200型超声波提取仪 ，昆山市超声仪器有限公司产品;ZFQ-S旋转蒸发器，天津玻璃仪器厂产品;UV-2405紫外可见分光光度计，日本岛津产品。
       2 方法
       2.1 金银花提取液的制备
       2.1.1 超声波处理金银花提取液的制备取一定量的金银花，用去离子水泡24 h后，在20 kHz的超声仪中处理40 min，控制温度为40℃。过滤，用旋转蒸发仪蒸发浓缩，定容到每毫升提取液相当于0.5 g(1∶2)金银花干品。
       2.1.2 金银花水煮提取液的制备取一定量的金银花用水煮提3次，第1次60 min ,过滤;第2次加水煮提40 min，过滤，再加水煮提30 min，合并滤液，用旋转蒸发仪蒸发浓缩，定容到每毫升提取液相当于0.5 g(1∶2)金银花干品。
       2.2 对α-淀粉酶活性作用的研究[6]以pH 6.0、浓度为0.05 g/ml的可溶性淀粉液5.0 ml作底物，加1 ml浓度为0.02%的α-淀粉酶溶液，在60℃的水浴中作用，生成的糊精可与碘化物产生红色，在620 nm处以标准色样为参比，每隔1 min读1次透光率，直到透光率大于100%的时间即为淀粉酶的活力。
       在反应体系中，加入不同体积的金银花提取液，测定对淀粉酶活力的影响，计算抑制率。
       抑制率(%)= (样本时间 - 空白时间)/ 空白时间×100%
       2.3 对α-葡萄糖苷酶活性作用的研究[7]以PNPG作底物，α-葡萄糖苷酶可分解PNPG释放出硝基酚，以Na2CO3终止反应，在400 nm处测定释放出的硝基酚的量。
       在反应体系中，加入不同体积的金银花提取液，测定对α-葡萄糖苷酶活力的影响，计算抑制率。不加金银花样液，α-葡萄糖苷酶在pH6.8，37℃的条件下分解PNPG，测得的吸光度为1.169 和1.164，平均为1.166。
       抑制率(%) =A样 / 1.166 × 100%
       2.4 绿原酸含量的测定[8]用分光光度法测定。所得标准曲线的回归方程是：Y = 0.128 3 + 0.022 7X，r2 = 0.996 7
       2.5 总黄酮含量的测定[9]用芦丁做标准，分光光度法测定。所得标准曲线的回归方程是：Y= 0.001 2 + 0.035 8X，r2 = 0.999 9。
       3 结果
       3.1 金银花提取液对α-淀粉酶活力的影响金银花提取液对α-淀粉酶的活性具有抑制作用。结果见表1。表1 金银花提取液对α-淀粉酶活性的影响
       由实验结果可知，当金银花提取液的浓度为每毫升相当于0.5 g干品时，它们对α-淀粉酶活性的抑制作用随着浓度的增加而增强;而且水煮得的提取液和超声波处理得的提取液对α-淀粉酶活性的抑制差别无显著性。
       3.2 金银花提取液对α-葡萄糖苷酶活性的影响在反应体系中加入不同浓度的金银花提取液，它们对α-葡萄糖苷酶的活性具有一定的抑制作用。结果见图1。
       图1 不同浓度金银花提取液对α-葡萄糖苷酶活力的影响
       由实验结果可知，超声波处理的金银花提取液在实验浓度的范围内，对α-葡萄糖苷酶活力的抑制作用较强，抑制率一般都在60%以上;水煮得的金银花提取液对α-葡萄糖苷酶活力的抑制作用较超声波处理的金银花提取液弱，在加入30 μl时对α-葡萄糖苷酶活力的抑制率达到高峰79.93%，以后随着加入量的增加，其抑制率反而有一定程度的下降。
       对提取液中绿原酸和总黄酮的含量进行了分析。结果见表2。
       表2 金银花提取液中绿原酸和总黄酮的含量μg·ml-1
       样品绿原酸总黄酮水煮提取液 23.01 118.79超声波提取液 27.14 186.69
       由表2可知，两种提取液中绿原酸的含量差别没有显著性，而总黄酮的含量却有较大的差别，超声波提取液总黄酮的含量比水煮提取液高36.37%。这两种提取液对α-葡萄糖苷酶活力抑制作用的差别是否与黄酮的含量有关，有待进一步研究证明。
       4 讨论
       饮食中的碳水化合物在α-葡萄糖苷酶的作用下，释放出葡萄糖并被小肠吸收入血，是餐后血糖升高的主要原因[10]。对α-葡萄糖苷酶活性的调节控制，可延缓碳水化合物的消化吸收，起到降低餐后血糖的作用。
       本文研究的金银花提取液，它们在体外对α-淀粉酶和α-葡萄糖苷酶的活性均有一定的抑制作用，提示它们可能具有降血糖功能，而金银花降血糖功能的有效成分还需要进一步的进行分析研究和动物学实验。
       【参考文献】
         　[1] ELENA LOP HOLGER S, NATHALIE F. Flavonoids for controlling starch digestion:structural requirements for inhibiting human α-amylase[J]. J Med Chem , 2008 , 51(12):3555.
       
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       [3] Stefano Petti, Crispian Scully. Polyphenols, oral health and disease: A review[J].Journal of Dentistry, 2009, 37(6): 413.
       
       [4] Yong-Mu Kim, Myeong-Hyeon Wang,Hae-Ik Rhee.A novel α-glucosidase inhibitor from pine bark[J]. Carbohydrate Research ,2004, 339(3):715.
       
       [5] 陈晓麟. 金银花研究概况[J].重庆教育学院学报，2007，6: 15.
       
       [6] Yan-fang REN, Jun-yu HE, Xiao-feng WANG.Changes in Activities of Three Enzymes Degrading Galactomannan During and Following Rice Seed Germination[J].Rice Science, 2007, 1499(4): 295.
       
       [7] Kim YM, Jeong YK,Wang MH, et al. Inhibitory of p ine extract on glucosidase activity and postp randial hyperglycemial[J]. N utrition, 2005, 21 (6) : 756.
       
       [8] Bin Zhang, Ruiyuan Yang, Yan Zhao ，et al.Separation of chlorogenic acid from honeysuckle crude extracts by macroporous resins[J].Journal of Chromatography B, 2008, 867(2): 253.
       
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       [10] Mohammad Mehrabadi, Ali R. Bandani, Fatemeh Saadati, et al.Sunn pest, Eurygaster integriceps Putton (Hemiptera: Scutelleridae), digestive α-amylase, α-glucosidase and β-glucosidase[J].Journal of Asia-Pacific Entomology, 2009,12(2): 79.